Preview

Сибирский онкологический журнал

Расширенный поиск

Повреждение ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови у пациентов c меланомой

https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-3-33-41

Полный текст:

Аннотация

Введение. Заболеваемость злокачественной меланомой и ее уровень смертности в последние десятилетия неуклонно растут, что делает актуальным разработку дополнительных маркеров диагностики этой патологии.

Цель исследования – оценить, сопровождается ли развитие меланомы до проведения какого-либо лечения изменениями на уровне организма и, в частности, повреждением ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови пациентов.

Материал и методы. У 93 пациентов, поступивших в ФГБУ «НМИЦ онкологии им Н.Н.Петрова» для оперативного лечения меланомы кожи, и 118 здоровых лиц в качестве группы сравнения методом «комет» была исследована степень повреждения ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови. В группу пациентов было включено 26 мужчин и 67 женщин с опухолями T1c-2a-b-3a-b-4a-bN0-1,M0-1 стадии. В процессе анализа все больные были разделены в зависимости от сроков обследования на две группы: 1-я группа – 45 пациентов (13 мужчин и 32 женщины), обследованных до каких-либо лечебных вмешательств; 2-я группа – 48 пациентов (13 мужчин и 35 женщин), предварительно получивших нерадикальное лечение в виде биопсии меланомы.

Результаты. Показано, что степень повреждения ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови, выявленная методом «комет», у пациентов с меланомой достоверно выше, чем в группе сравнения. Причем это повышение было близким по величине как у пациентов с первичной опухолью до начала каких-либо лечебных воздействий, так и у тех, кому предварительно была сделана попытка нерадикального удаления новообразования. Выявлена определенная зависимость степени повреждения ДНК в мононуклеараных клетках периферической крови от морфологической характеристики опухоли: так, при расчете корреляций по Спирмену все показатели, определяющие повреждение ДНК, хотя и слабо, но положительно коррелировали с толщиной меланомы по индексу Бреслоу, а процент ДНК в комете и момент хвоста кометы коррелировали и со стадией заболевания.

Заключение. Развитие меланомы кожи сопровождается повышением степени повреждения ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови. Степень повреждения ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови отражает изменения, происходящие в организме пациента под влиянием опухолевого процесса, что, возможно, позволит использовать этот показатель как дополнительный критерий диагностики и агрессивности меланомы.

Об авторах

Е. В. Цырлина
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Цырлина Евгения Владимировна, кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник

197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Т. Е. Порошина
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Порошина Татьяна Евгеньевна, кандидат биологических наук, биолог

6197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Д. А. Васильев
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Васильев Дмитрий Алексеевич, кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник

197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Г. В. Зиновьев
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Зиновьев Григорий Владимирович, кандидат медицинских наук, заведующий хирургическим отделением опухолей костей, мягких тканей и кожи

197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Г. И. Гафтон
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Гафтон Георгий Иванович, доктор медицинских наук, заведующий научным отделением

197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Л. М. Берштейн
ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России
Россия

Берштейн Лев Михайлович, доктор медицинских наук, профессор

197758, г. Санкт-Петербург, пос. Песочный, ул. Ленинградская, 68



Список литературы

1. Leiter U., Keim U., Garbe C. Epidemiology of Skin Cancer: Update 2019. Adv Exp Med Biol. 2020; 1268: 123–39. doi: 10.1007/978-3-030- 46227-7_6.

2. Pilié P.G., Tang C., Mills G.B., Yap T.A. State-of-the-art strategies for targeting the DNA damage response in cancer. Nat Rev Clin Oncol. 2019; 16(2): 81–104. doi: 10.1038/s41571-018-0114-z.

3. Kuchařová M., Hronek M., Rybáková K., Zadák Z., Štětina R., Josková V., Patková A. Comet assay and its use for evaluating oxidative DNA damage in some pathological states. Physiol Res. 2019; 68(1): 1–15. doi: 10.33549/physiolres.933901.

4. Burrell R.A., McClelland S.E., Endesfelder D., Groth P., Weller M.C., Shaikh N., Domingo E., Kanu N., Dewhurst S.M., Gronroos E., Chew S.K., Rowan A.J., Schenk A., Sheffer M., Howell M., Kschischo M., Behrens A., Helleday T., Bartek J., Tomlinson I.P., Swanton C. Replication stress links structural and numerical cancer chromosomal instability. Nature. 2013; 494 (7438): 492–6.

5. Wilhelm T., Olziersky A.M., Harry D., De Sousa F., Vassal H., Eskat A., Meraldi P. Mild replication stress causes chromosome missegregation via premature centriole disengagement. Nat Commun. 2019; 10(1): 3585. doi: 10.1038/s41467-019-11584-0.

6. Lugović L., Situm M., Kos L. Malignant melanoma--future prospects. Acta Dermatovenerol Croat. 2005; 13(1): 36–43.

7. Valavanidis A., Vlachogianni T., Fiotakis C. 8-hydroxy-2’ -deoxyguanosine (8-OHdG): A critical biomarker of oxidative stress and carcinogenesis. J Environ Sci Health C Environ Carcinog Ecotoxicol Rev. 2009; 27(2): 120–39. doi: 10.1080/10590500902885684.

8. Khosla L., Gong S., Weiss J.P., Birder L.A. Oxidative Stress Biomarkers in Age-Related Lower Urinary Tract Disorders: A Systematic Review. Int Neurourol J. 2022; 26(1): 3–19. doi: 10.5213/inj.2142188.094.

9. Hanahan D., Weinberg R.A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 2011; 144(5): 646–74. doi: 10.1016/j.cell.2011.02.013.

10. Pearl L.H., Schierz A.C., Ward S.E., Al-Lazikani B., Pearl F.M. Therapeutic opportunities within the DNA damage response. Nat Rev Cancer. 2015; 15(3): 166–80. doi: 10.1038/nrc3891.

11. Milic M., Frustaci A., Del Bufalo A., Sánchez-Alarcón J., ValenciaQuintana R., Russo P., Bonassi S. DNA damage in non-communicable diseases: A clinical and epidemiological perspective. Mutat Res. 2015; 776: 118–27. doi: 10.1016/j.mrfmmm.2014.11.009.

12. Møller P., Stopper H., Collins A.R. Measurement of DNA damage with the comet assay in high-prevalence diseases: current status and future directions. Mutagenesis. 2020; 35(1): 5–18. doi: 10.1093/mutage/ gez018.

13. Azqueta A., Ladeira C., Giovannelli L., Boutet-Robinet E., Bonassi S., Neri M., Gajski G., Duthie S., Del Bo’ C., Riso P., Koppen G., Basaran N., Collins A., Møller P. Application of the comet assay in human biomonitoring: An hCOMET perspective. Mutat Res Rev Mutat Res. 2020; 783. doi: 10.1016/j.mrrev.2019.108288.

14. Sykora P., Witt K.L., Revanna P., Smith-Roe S.L., Dismukes J., Lloyd D.G., Engelward B.P., Sobol R.W. Next generation high throughput DNA damage detection platform for genotoxic compound screening. Sci Rep. 2018; 8(1): 2771. doi: 10.1038/s41598-018-20995-w.

15. Lawrence M.S., Stojanov P., Mermel C.H., Robinson J.T., Garraway L.A., Golub T.R., Meyerson M., Gabriel S.B., Lander E.S., Getz G. Discovery and saturation analysis of cancer genes across 21 tumour types. Nature. 2014; 505(7484): 495–501.

16. Mouw K.W., Goldberg M.S., Konstantinopoulos P.A., D’Andrea A.D. DNA Damage and Repair Biomarkers of Immunotherapy Response. Cancer Discov. 2017; 7(7): 675–93. doi: 10.1158/2159-8290.CD-17-0226.

17. Perkhofer L., Gout J., Roger E., Kude de Almeida F., Baptista Simões C., Wiesmüller L., Seufferlein T., Kleger A. DNA damage repair as a target in pancreatic cancer: state-of-the-art and future perspectives. Gut. 2021; 70(3): 606–17. doi: 10.1136/gutjnl-2019-319984.

18. Duijf P.H.G., Nanayakkara D., Nones K., Srihari S., Kalimutho M., Khanna K.K. Mechanisms of Genomic Instability in Breast Cancer. Trends Mol Med. 2019; 25(7): 595–611. doi: 10.1016/j.molmed.2019.04.004.

19. Galardi F., Oakman C., Truglia M.C., Cappadona S., Biggeri A., Grisotto L., Giovannelli L., Bessi S., Giannini A., Biganzoli L., Santarpia L., Di Leo A. Inter- and intra-tumoral heterogeneity in DNA damage evaluated by comet assay in early breast cancer patients. Breast. 2012; 21(3): 336–42. doi: 10.1016/j.breast.2012.02.007.

20. Cortés-Gutiérrez E.I., Hernández-Garza F., García-Pérez J.O., Dávila-Rodríguez M.I., Aguado-Barrera M.E., Cerda-Flores R.M. Evaluation of DNA single and double strand breaks in women with cervical neoplasia based on alkaline and neutral comet assay techniques. J Biomed Biotechnol. 2012. doi: 10.1155/2012/385245.

21. Burrell R.A., McClelland S.E., Endesfelder D., Groth P., Weller M.C., Shaikh N., Domingo E., Kanu N., Dewhurst S.M., Gronroos E., Chew S.K., Rowan A.J., Schenk A., Sheffer M., Howell M., Kschischo M., Behrens A., Helleday T., Bartek J., Tomlinson I.P., Swanton C. Replication stress links structural and numerical cancer chromosomal instability. Nature. 2013; 494(7438): 492–6.

22. Wilhelm T., Said M., Naim V. DNA Replication Stress and Chromosomal Instability: Dangerous Liaisons. Genes (Basel). 2020; 11(6): 642. doi: 10.3390/genes11060642.

23. Fikrova P., Stetina R., Hrnciarik M., Hrnciarikova D., Hronek M., Zadak Z. DNA crosslinks, DNA damage and repair in peripheral blood lymphocytes of non-small cell lung cancer patients treated with platinum derivatives. Oncol Rep. 2014; 31(1): 391–6. doi: 10.3892/or.2013.2805.

24. Allione A., Pardini B., Viberti C., Oderda M., Allasia M., Gontero P., Vineis P., Sacerdote C., Matullo G. The prognostic value of basal DNA damage level in peripheral blood lymphocytes of patients afected by bladder cancer. Urol Oncol. 2018; 36(5). doi: 10.1016/j. urolonc.2018.01.006.

25. Sestakova Z., Kalavska K., Smolkova B., Miskovska V., Rejlekova K., Sycova-Mila Z., Palacka P., Obertova J., Holickova A., Hurbanova L., Jurkovicova D., Roska J., Goffa E., Svetlovska D., Chovanec M., Mardiak J., Mego M., Chovanec M. DNA damage measured in blood cells predicts overall and progression-free survival in germ cell tumour patients. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen. 2020. doi: 10.1016/j. mrgentox.2020.503200.

26. Bonassi S., Ceppi M., Møller P., Azqueta A., Milić M., Neri M., Brunborg G., Godschalk R., Koppen G., Langie S.A.S., Teixeira J.P., Bruzzone M., Da Silva J., Benedetti D., Cavallo D., Ursini C.L., Giovannelli L., Moretti S., Riso P., Del Bo’ C., Russo P., Dobrzyńska M., Goroshinskaya I.A., Surikova E.I., Staruchova M., Barančokova M., Volkovova K., Kažimirova A., Smolkova B., Laffon B., Valdiglesias V., Pastor S., Marcos R., Hernández A., Gajski G., Spremo-Potparević B., Živković L., BoutetRobinet E., Perdry H., Lebailly P., Perez C.L., Basaran N., Nemeth Z., Safar A., Dusinska M., Collins A.; hCOMET project. DNA damage in circulating leukocytes measured with the comet assay may predict the risk of death. Sci Rep. 2021; 11(1): 16793. doi: 10.1038/s41598-021-95976-7.

27. Loumaye A., Thissen J.P. Biomarkers of cancer cachexia. Clin Biochem. 2017; 50(18): 1281–8. doi: 10.1016/j.clinbiochem.2017.07.011.

28. Chesnokova V., Melmed S. Peptide Hormone Regulation of DNA Damage Responses Endocr Rev. 2020; 41(4): 519–37. doi: 10.1210/ endrev/bnaa009.

29. Argilés J.M., Busquets S., Stemmler B., López-Soriano F.J. Cancer cachexia: understanding the molecular basis. Nat Rev Cancer. 2014; 14(11): 754–62. doi: 10.1038/nrc3829.

30. Wan G., Mathur R., Hu X., Zhang X., Lu X. miRNA response to DNA damage. Trends Biochem Sci. 2011; 36(9): 478–84. doi: 10.1016/j. tibs.2011.06.002.

31. Visser H., Thomas A.D. MicroRNAs, damage levels, and DNA damage response control. Trends Genet. 2021; 37(11): 963–5. doi: 10.1016/j.tig.2021.06.018.

32. Yang C., Xia Z., Zhu L., Li Y., Zheng Z., Liang J., Wu L. MicroRNA139-5p modulates the growth and metastasis of malignant melanoma cells via the PI3K/AKT signaling pathway by binding to IGF1R. Cell Cycle. 2019; 18(24): 3513–24. doi: 10.1080/15384101.2019.1690881.

33. Chung I.M., Rajakumar G., Venkidasamy B., Subramanian U., Thiruvengadam M. Exosomes: Current use and future applications. Clin Chim Acta. 2020; 500: 226–32. doi: 10.1016/j.cca.2019.10.022.

34. Gowda R., Robertson B.M., Iyer S., Barry J., Dinavahi S.S., Robertson G.P. The role of exosomes in metastasis and progression of melanoma. Cancer Treat Rev. 2020; 85. doi: 10.1016/j.ctrv.2020.101975.

35. Khan A.Q., Akhtar S., Prabhu K.S., Zarif L., Khan R., Alam M., Buddenkotte J., Ahmad A., Steinhoff M., Uddin S. Exosomes: Emerging Diagnostic and Therapeutic Targets in Cutaneous Diseases. Int J Mol Sci. 2020; 21(23): 9264. doi: 10.3390/ijms21239264.

36. Цырлина Е.В., Порошина Т.Е., Оганесян А.П., Проценко С.А., Берштейн Л.М. Повреждение ДНК мононуклеарных клеток периферической крови, выявленное методом «комет», как возможный показатель чувствительности меланомы к иммунотерапии ниволумабом. Сибирский онкологический журнал. 2021; 20(2): 37–45. [Tsyrlina E.V., Poroshina T.E., Oganesyan A.P., Protsenko S.A., Bershtein L.M. Peripheral blood mononuclear dna damage identifed by the «сomet» method, as a possible indicator of sensitivity of melanoma to immunotherapy with nivolumab. Siberian Journal of Oncology. 2021; 20(2): 37–45. (in Russian)]. doi: 10.21294/1814-4861-2021-20-2-37-45.

37. McKelvey-Martin V.J., Green M.H., Schmezer P., Pool-Zobel B.L., De Méo M.P., Collins A. The single cell gel electrophoresis assay (comet assay): a European review. Mutat Res. 1993; 288(1): 47–63. doi: 10.1016/0027-5107(93)90207-v.

38. Milic M., Frustaci A., Del Bufalo A., Sánchez-Alarcón J., ValenciaQuintana R., Russo P., Bonassi S. DNA damage in non-communicable diseases: A clinical and epidemiological perspective. Mutat Res. 2015; 776: 118–27. doi: 10.1016/j.mrfmmm.2014.11.009.

39. Møller P. Measurement of oxidatively damaged DNA in mammalian cells using the comet assay: Refections on validity, reliability and variability. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen. 2022; 873. doi: 10.1016/j.mrgentox.2021.503423.

40. Voinea S., Blidaru A., Panaitescu E., Sandru A. Impact of gender and primary tumor location on outcome of patients with cutaneous melanoma. J Med Life. 2016; 9(4): 444–8.

41. Shimizu I., Yoshida Y., Suda M., Minamino T. DNA damage response and metabolic disease. Cell Metab. 2014; 20(6): 967–77. doi: 10.1016/j.cmet.2014.10.008.

42. Vodicka P., Vodenkova S., Opattova A., Vodickova L. DNA damage and repair measured by comet assay in cancer patients. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen. 2019; 843: 95–110. doi: 10.1016/j. mrgentox.2019.05.009.

43. Snyder A., Makarov V., Merghoub T., Yuan J., Zaretsky J.M., Desrichard A., Walsh L.A., Postow M.A., Wong P., Ho T.S., Hollmann T.J., Bruggeman C., Kannan K., Li Y., Elipenahli C., Liu C., Harbison C.T., Wang L., Ribas A., Wolchok J.D., Chan T.A. Genetic basis for clinical response to CTLA-4 blockade in melanoma. N Engl J Med. 2014; 371(23): 2189–99. doi: 10.1056/NEJMoa1406498.


Рецензия

Для цитирования:


Цырлина Е.В., Порошина Т.Е., Васильев Д.А., Зиновьев Г.В., Гафтон Г.И., Берштейн Л.М. Повреждение ДНК в мононуклеарных клетках периферической крови у пациентов c меланомой. Сибирский онкологический журнал. 2022;21(3):33-41. https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-3-33-41

For citation:


Tsyrlina E.V., Poroshina T.E., Vasiliev D.A., Zinoviev G.V., Gafton G.I., Berstein L.M. DNA damage in peripheral blood mononuclear cells in patients with melanoma. Siberian journal of oncology. 2022;21(3):33-41. (In Russ.) https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-3-33-41

Просмотров: 161


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1814-4861 (Print)
ISSN 2312-3168 (Online)