Изменение функционального профиля моноцитов крови при раке молочной железы
https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-6-68-80
Аннотация
Цель исследования ‒ оценить особенности функционального профиля моноцитов периферической крови у больных неметастатической формой рака молочной железы.
Материал и методы. В исследование вошли 10 больных раком молочной железы II–III стадии (T1–3N0–2M0). В качестве контроля была обследована группа из 7 здоровых женщин. Моноциты были получены из периферической крови путем сортировки популяций с фенотипом CD14+16-, CD14+16+ и CD14-16+. Проведено полнотранскриптомное профилирование полученных моноцитов от больных раком молочной железы и здоровых женщин. Из полученных моноцитов in vitro были дифференцированы макрофаги. Проведена оценка способности полученных от макрофагов кондиционных сред влиять на апоптоз и пролиферацию клеток линии MDA-MB 231.
Результаты. Показано, что транскриптомный профиль моноцитов больных РЖЖ имеет выраженные отличия по сравнению со здоровыми женщинами. Моноциты пациенток с раком молочной железы отличаются повышенной экспрессией мРНК белков-транспортеров ABCA1, ABCG1; хемокинов CCR1, CRRL2, CXCR4; факторов созревания и дифференцировки моноцитов Mafb и Jun; факторов, опосредующих эндоцитоз CD163, Siglec1; протеаз и тетраспонинов ADAM9, CD151, CD82 и ростового фактора HBEGF. Макрофаги, полученные в результате культивирования моноцитов больных раком молочной железы в условиях in vitro, продуцировали факторы, которые позволили поддерживать пролиферацию клеточной линии опухолевых клеток, чего не наблюдалось для моноцитов здоровых доноров.
Заключение. Опухоль молочной железы оказывает системное влияние на моноциты периферической крови, программируя их к дифференцировке в макрофаги с проопухолевой функциональной активностью.
Ключевые слова
Об авторах
А. А. ФедоровРоссия
Федоров Антон Андреевич, младший научный сотрудник лаборатории биологии опухолевой прогрессии,
634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5
Е. А. Простакишина
Россия
Федоров Антон Андреевич, младший научный сотрудник лаборатории биологии опухолевой прогрессии,
634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
М. Р. Патышева
Россия
Федоров Антон Андреевич, младший научный сотрудник лаборатории биологии опухолевой прогрессии, 634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5;
634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
А. А. Фролова
Россия
Фролова Анастасия Алексеевна, лаборант-исследователь лаборатории иммунологии и молекулярной онкологии, 634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5;
лаборант лаборатории трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, 634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
П. С. Ямщиков
Россия
Ямщиков Павел Сергеевич, биоинформатик, лаборатория биологии опухолевой прогрессии, 634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5;
лаборант лаборатории трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, 634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
И. В. Ларионова
Россия
Ларионова Ирина Валерьевна, кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник, 634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5;
старший научный сотрудник лаборатории трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины, 634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
М. Н. Стахеева
Россия
Стахеева Марина Николаевна, доктор медицинских наук, ведущий научный сотрудник лаборатории молекулярной онкологии и иммунологии,
634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5
М. С. Дорофеева
Россия
Дорофеева Мария Сергеевна, лаборант-исследователь лаборатории трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины,
634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
О. Д. Брагина
Россия
Брагина Ольга Дмитриевна, доктор медицинских наук, старший научный сотрудник отделения радионуклидной диагностики,
634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5
Е. Л. Чойнзонов
Россия
Чойнзонов Евгений Лхамацыренович, доктор медицинских наук, профессор, академик РАН, директор,
634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5
Ю. Г. Кжышковска
Россия
Кжышковска Юлия Георгиевна, доктор биологических наук, профессор, заведующая лабораторией трансляционной клеточной и молекулярной биомедицины,
634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
Н. В. Чердынцева
Россия
Чердынцева Надежда Викторовна, доктор биологических наук, профессор, член-корреспондент РАН, заведующая лабораторией молекулярной онкологии и иммунологии, 634009, г. Томск, пер. Кооперативный, 5;
ведущий научный сотрудник, 634050, г. Томск, ул. Ленина, 36
Список литературы
1. Goldszmid R.S., Dzutsev A., Trinchieri G. Host immune response to infection and cancer: unexpected commonalities. Cell Host Microbe. 2014; 15(3): 295–305. doi: 10.1016/j.chom.2014.02.003.
2. Olingy C.E., Dinh H.Q., Hedrick C.C. Monocyte heterogeneity and functions in cancer. J Leukoc Biol. 2019; 106(2): 309–22. doi: 10.1002/JLB.4RI0818-311R.
3. Saqib U., Sarkar S., Suk K., Mohammad O., Baig M.S., Savai R. Phytochemicals as modulators of M1-M2 macrophages in infammation. Oncotarget. 2018; 9(25): 17937–50. doi: 10.18632/oncotarget.24788.
4. Larionova I., Tuguzbaeva G., Ponomaryova A., Stakheyeva M., Cherdyntseva N., Pavlov V., Choinzonov E., Kzhyshkowska J. Tumor-Associated Macrophages in Human Breast, Colorectal, Lung, Ovarian and Prostate Cancers. Front Oncol. 2020; 10. doi: 10.3389/fonc.2020.566511.
5. Ma W.T., Gao F., Gu K., Chen D.K. The Role of Monocytes and Macrophages in Autoimmune Diseases: A Comprehensive Review. Front Immunol. 2019; 10: 1140. doi: 10.3389/fmmu.2019.01140.
6. Ziegler-Heitbrock L., Ancuta P., Crowe S., Dalod M., Grau V., Hart D.N., Leenen P.J., Liu Y.J., MacPherson G., Randolph G.J., Scherberich J., Schmitz J., Shortman K., Sozzani S., Strobl H., Zembala M., Austyn J.M., Lutz M.B. Nomenclature of monocytes and dendritic cells in blood. Blood. 2010; 116(16): 74–80. doi: 10.1182/blood-2010-02-258558.
7. Kiss M., Caro A.A., Raes G., Laoui D. Systemic Reprogramming of Monocytes in Cancer. Front Oncol. 2020; 10: 1399. doi: 10.3389/fonc.2020.01399.
8. Poschke I., Mougiakakos D., Hansson J., Masucci G.V., Kiessling R. Immature immunosuppressive CD14+HLA-DR-/low cells in melanoma patients are Stat3hi and overexpress CD80, CD83, and DC-sign. Cancer Res. 2010; 70(11): 4335–45. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-09-3767.
9. Hamm A., Prenen H., Van Delm W., Di Matteo M., Wenes M., Delamarre E., Schmidt T., Weitz J., Sarmiento R., Dezi A., Gasparini G., Rothé F., Schmitz R., D’Hoore A., Iserentant H., Hendlisz A., Mazzone M. Tumour-educated circulating monocytes are powerful candidate biomarkers for diagnosis and disease follow-up of colorectal cancer. Gut. 2016; 65(6): 990–1000. doi: 10.1136/gutjnl-2014-308988.
10. Cormican S., Griffn M.D. Human Monocyte Subset Distinctions and Function: Insights From Gene Expression Analysis. Front Immunol. 2020; 11: 1070. doi: 10.3389/fmmu.2020.01070.
11. Reuter J.A., Spacek D.V., Snyder M.P. High-throughput sequencing technologies. Mol Cell. 2015; 58(4): 586–97. doi: 10.1016/j.molcel.2015.05.004.
12. Chen S., Chai X., Wu X. Bioinformatical analysis of the key differentially expressed genes and associations with immune cell infltration in development of endometriosis. BMC Genom Data. 2022; 23(1): 20. doi: 10.1186/s12863-022-01036-y.
13. Kzhyshkowska J., Gudima A., Moganti K., Gratchev A., Orekhov A. Perspectives for Monocyte/Macrophage-Based Diagnostics of Chronic Inflammation. Transfus Med Hemother. 2016; 43(2): 66–77. doi: 10.1159/000444943.
14. Dobin A., Davis C.A., Schlesinger F., Drenkow J., Zaleski C., Jha S., Batut P., Chaisson M., Gingeras T.R. STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner. Bioinformatics. 2013; 29(1): 15–21. doi: 10.1093/bioinformatics/bts635.
15. Hartley S.W., Mullikin J.C. QoRTs: a comprehensive toolset for quality control and data processing of RNA-Seq experiments. BMC Bioinformatics. 2015; 16(1): 224. doi: 10.1186/s12859-015-0670-5.
16. Xie Z., Bailey A., Kuleshov M.V., Clarke D.J.B., Evangelista J.E., Jenkins S.L., Lachmann A., Wojciechowicz M.L., Kropiwnicki E., Jagodnik K.M., Jeon M., Ma’ayan A. Gene Set Knowledge Discovery with Enrichr Curr Protoc. 2021; 1(3): 90. doi: 10.1002/cpz1.90.
17. Szklarczyk D., Gable A.L., Nastou K.C., Lyon D., Kirsch R., Pyysalo S., Doncheva N.T., Legeay M., Fang T., Bork P., Jensen L.J., von Mering C. The STRING database in 2021: customizable protein-protein networks, and functional characterization of user-uploaded gene/measure ment sets. Nucleic Acids Res. 2021; 49(D1): 605-12. doi: 10.1093/nar/gkaa1074. Erratum in: Nucleic Acids Res. 2021; 49(18): 10800.
18. Zenkova D. K.V., Sablina R., Artyomov M., Sergushichev A. Phantasus: visual and interactive gene expression analysis. 2018. doi: 10.18129/B9.bioc.phantasus.
19. Noy R., Pollard J.W. Tumor-associated macrophages: from mechanisms to therapy. Immunity. 2014; 41(1): 49–61. doi: 10.1016/j.immuni.2014.06.010. Erratum in: Immunity. 2014; 41(5): 866.
20. Cassetta L., Fragkogianni S., Sims A.H., Swierczak A., Forrester L.M., Zhang H., Soong D.Y.H., Cotechini T., Anur P., Lin E.Y., Fidanza A., LopezYrigoyen M., Millar M.R., Urman A., Ai Z., Spellman P.T., Hwang E.S., Dixon J.M., Wiechmann L., Coussens L.M., Smith H.O., Pollard J.W. Human Tumor-Associated Macrophage and Monocyte Transcriptional Landscapes Reveal Cancer-Specifc Reprogramming, Biomarkers, and Therapeutic Targets. Cancer Cell. 2019; 35(4): 588–602. doi: 10.1016/j.ccell.2019.02.009.
21. Ramos R.N., Rodriguez C., Hubert M., Ardin M., Treilleux I., Ries C.H., Lavergne E., Chabaud S., Colombe A., Trédan O., Guedes H.G., Laginha F., Richer W., Piaggio E., Barbuto J.A.M., Caux C., MénétrierCaux C., Bendriss-Vermare N. CD163+ tumor-associated macrophage accumulation in breast cancer patients refects both local diferentiation signals and systemic skewing of monocytes. Clin Transl Immunology. 2020; 9(2): 1108. doi: 10.1002/cti2.1108.
22. Patysheva M., Larionova I., Stakheyeva M., Grigoryeva E., Iamshchikov P., Tarabanovskaya N., Weiss C., Kardashova J., Frolova A., Rakina M., Prostakishina E., Zhuikova L., Cherdyntseva N., Kzhyshkowska J. Efect of Early-Stage Human Breast Carcinoma on Monocyte Programming. Front Oncol. 2022; 11. doi: 10.3389/fonc.2021.800235.
23. Sanford D.E., Belt B.A., Panni R.Z., Mayer A., Deshpande A.D., Carpenter D., Mitchem J.B., Plambeck-Suess S.M., Worley L.A., Goetz B.D., Wang-Gillam A., Eberlein T.J., Denardo D.G., Goedegebuure S.P., Linehan D.C. Infammatory monocyte mobilization decreases patient survival in pancreatic cancer: a role for targeting the CCL2/CCR2 axis. Clin Cancer Res. 2013; 19(13): 3404–15. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-13-0525.
24. Pan Y.C., Jia Z.F., Cao D.H., Wu Y.H., Jiang J., Wen S.M., Zhao D., Zhang S.L., Cao X.Y. Preoperative lymphocyte-to-monocyte ratio (LMR) could independently predict overall survival of resectable gastric cancer patients. Medicine (Baltimore). 2018; 97(52). doi: 10.1097/MD.0000000000013896.
25. Lu C., Zhou L., Ouyang J., Yang H. Prognostic value of lymphocyte-to-monocyte ratio in ovarian cancer: A meta-analysis. Medicine (Baltimore). 2019; 98(24). doi: 10.1097/MD.0000000000015876.
26. Hayashi T., Fujita K., Tanigawa G., Kawashima A., Nagahara A., Ujike T., Uemura M., Takao T., Yamaguchi S., Nonomura N. Serum monocyte fraction of white blood cells is increased in patients with high Gleason score prostate cancer. Oncotarget. 2017; 8(21): 35255–61. doi: 10.18632/oncotarget.13052.
27. Rakina M.A. Kazakova E.O., Sudarskikh T.S., Bezgodova N.V., Villert A.B., Kolomiets L.A., Larionova I.V. Giant foam-like macrophages in advanced ovarian cancer. Siberian Journal of Oncology. 2022; 21(2): 45–54. doi: 10.21294/1814-4861-2022-21-2-45-54.
28. Fedorov A.A., Ermak N.A., Gerashchenko T.S., Topolnitskii E.B., Shefer N.A., Rodionov E.O., Stakheyeva M.N. Polarization of macrophages: mechanisms, markers and factors of induction. Siberian Journal of Oncology. 2022; 21(4): 124–36. doi: 10.21294/1814-4861-2022-21-4-124-136.
29. Jeong H., Hwang I., Kang S.H., Shin H.C., Kwon S.Y. TumorAssociated Macrophages as Potential Prognostic Biomarkers of Invasive Breast Cancer. J Breast Cancer. 2019; 22(1): 38–51. doi: 10.4048/jbc.2019.22.e5.
30. Tiainen S., Tumelius R., Rilla K., Hämäläinen K., Tammi M., Tammi R., Kosma V.M., Oikari S., Auvinen P. High numbers of macrophages, especially M2-like (CD163-positive), correlate with hyaluronan accumulation and poor outcome in breast cancer. Histopathology. 2015; 66(6): 873–83. doi: 10.1111/his.12607.
31. Miyasato Y., Shiota T., Ohnishi K., Pan C., Yano H., Horlad H., Yamamoto Y., Yamamoto-Ibusuki M., Iwase H., Takeya M., Komohara Y. High density of CD204-positive macrophages predicts worse clinical prognosis in patients with breast cancer. Cancer Sci. 2017; 108(8): 1693–700. doi: 10.1111/cas.13287.
32. Ge Z., Ding S. The Crosstalk Between Tumor-Associated Macrophages (TAMs) and Tumor Cells and the Corresponding Targeted Therapy. Front Oncol. 2020; 10. doi: 10.3389/fonc.2020.590941.
33. Chen Y., Song Y., Du W., Gong L., Chang H., Zou Z. Tumor-associated macrophages: an accomplice in solid tumor progression. J Biomed Sci. 2019; 26(1): 78. doi: 10.1186/s12929-019-0568-z.
34. Norton K.A., Jin K., Popel A.S. Modeling triple-negative breast cancer heterogeneity: Efects of stromal macrophages, fbroblasts and tumor vasculature. J Theor Biol. 2018; 452: 56–68. doi: 10.1016/j.jtbi.2018.05.003.
35. Eue I., Pietz B., Storck J., Klempt M., Sorg C. Transendothelial migration of 27E10+ human monocytes. Int Immunol. 2000; 12(11): 1593–604. doi: 10.1093/intimm/12.11.1593.
36. Viemann D., Strey A., Janning A., Jurk K., Klimmek K., Vogl T., Hirono K., Ichida F., Foell D., Kehrel B., Gerke V., Sorg C., Roth J. Myeloid-related proteins 8 and 14 induce a specifc infammatory response in human microvascular endothelial cells. Blood. 2005; 105(7): 2955–62. doi: 10.1182/blood-2004-07-2520.
37. Simkhes Yu.V., Karpov S.M., Baturin V.A., Vyshlova A. Role of s100 protein in the pathogenesis of pain syndromes. Neurology, Neuropsychiatry, Psychosomatics. 2016; 8(4): 62–4. doi: doi.org/10.14412/2074-2711-2016-4-62-64.
38. Kim J.H., Oh S.H., Kim E.J., Park S.J., Hong S.P., Cheon J.H., Kim T.I., Kim W.H. The role of myofbroblasts in upregulation of S100A8 and S100A9 and the diferentiation of myeloid cells in the colorectal cancer microenvironment. Biochem Biophys Res Commun. 2012; 423(1): 60–6. doi: 10.1016/j.bbrc.2012.05.081.
39. Fox J.M., Kausar F., Day A., Osborne M., Hussain K., Mueller A., Lin J., Tsuchiya T., Kanegasaki S., Pease J.E. CXCL4/Platelet Factor 4 is an agonist of CCR1 and drives human monocyte migration. Scientifc reports. 2018; 8(1): 9466. doi: 10.1038/s41598-018-27710-9.
40. Schioppa T., Sozio F., Barbazza I., Scutera S., Bosisio D., Sozzani S., Del Prete A. Molecular Basis for CCRL2 Regulation of Leukocyte Migration. Front Cell Dev Biol. 2020; 8. doi: 10.3389/fcell.2020.615031.
41. Jayasingam S.D., Citartan M., Thang T.H., Mat Zin A.A., Ang K.C., Ch’ng E.S. Evaluating the Polarization of Tumor-Associated Macrophages Into M1 and M2 Phenotypes in Human Cancer Tissue: Technicalities and Challenges in Routine Clinical Practice. Front Oncol. 2020; 9: 1512. doi: 10.3389/fonc.2019.01512.
42. Fontana M.F., Baccarella A., Pancholi N., Pufall M.A., Herbert D.R., Kim C.C. JUNB is a key transcriptional modulator of macrophage activation. J Immunol. 2015; 194(1): 177–86. doi: 10.4049/jimmunol.1401595.
43. Hamada M., Tsunakawa Y., Jeon H., Yadav M.K., Takahashi S. Role of MafB in macrophages. Exp Anim. 2020; 69(1): 1–10. doi: 10.1538/expanim.19-0076.
44. Rigo A., Gottardi M., Zamò A., Mauri P., Bonifacio M., Krampera M., Damiani E., Pizzolo G., Vinante F. Macrophages may promote cancer growth via a GM-CSF/HB-EGF paracrine loop that is enhanced by CXCL12. Mol Cancer. 2010; 9: 273. doi: 10.1186/1476-4598-9-273.
45. Vlaicu P., Mertins P., Mayr T., Widschwendter P., Ataseven B., Högel B., Eiermann W., Knyazev P., Ullrich A. Monocytes/macrophages support mammary tumor invasivity by co-secreting lineage-specifc EGFR ligands and a STAT3 activator. BMC Cancer. 2013; 13: 197. doi: 10.1186/1471-2407-13-197.
46. Ongusaha P.P., Kwak J.C., Zwible A.J., Macip S., Higashiyama S., Taniguchi N., Fang L., Lee S.W. HB-EGF is a potent inducer of tumor growth and angiogenesis. Cancer Res. 2004; 64(15): 5283–90. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-04-0925.
47. Carroll M.J., Kapur A., Felder M., Patankar M.S., Kreeger P.K. M2 macrophages induce ovarian cancer cell proliferation via a heparin binding epidermal growth factor/matrix metalloproteinase 9 intercellular feedback loop. Oncotarget. 2016; 7(52): 86608–20. doi: 10.18632/oncotarget.13474.
48. Yonemitsu K., Miyasato Y., Shiota T., Shinchi Y., Fujiwara Y., Hosaka S., Yamamoto Y., Komohara Y. Soluble Factors Involved in Cancer Cell-Macrophage Interaction Promote Breast Cancer Growth. Anticancer Res. 2021; 41(9): 4249–58. doi: 10.21873/anticanres.15229.
49. Yu X., Zhang Q., Zhang X., Han Q., Li H., Mao Y., Wang X., Guo H., Irwin D.M., Niu G., Tan H. Exosomes from Macrophages Exposed to Apoptotic Breast Cancer Cells Promote Breast Cancer Proliferation and Metastasis. J Cancer. 2019; 10(13): 2892–2906. doi: 10.7150/jca.31241.
50. Wu D.M., Wen X., Han X.R., Wang S., Wang Y.J., Shen M., Fan S.H., Zhang Z.F., Shan Q., Li M.Q., Hu B., Lu J., Chen G.Q., Zheng Y.L. Bone Marrow Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomal MicroRNA-126 -3p Inhibits Pancreatic Cancer Development by Targeting ADAM9. Mol Ther Nucleic Acids. 2019; 16: 229–45. doi: 10.1016/j.omtn.2019.02.022. Retraction in: Mol Ther Nucleic Acids. 2022; 29: 617.
51. Zhao K., Wang Z., Hackert T., Pitzer C., Zöller M. Tspan8 and Tspan8/CD151 knockout mice unravel the contribution of tumor and host exosomes to tumor progression. J Exp Clin Cancer Res. 2018; 37(1): 312. doi: 10.1186/s13046-018-0961-6.
52. Xiao D., Dong Z., Zhen L., Xia G., Huang X., Wang T., Guo H., Yang B., Xu C., Wu W., Zhao X., Xu H. Combined Exosomal GPC1, CD82, and Serum CA19-9 as Multiplex Targets: A Specifc, Sensitive, and Reproducible Detection Panel for the Diagnosis of Pancreatic Cancer. Mol Cancer Res. 2020; 18(2): 300–10. doi: 10.1158/1541-7786.MCR-19-0588.
53. Yunusova N.V., Zambalova E.A., Patysheva M.R., Kolegova E.S., Afanas’ev S.G., Cheremisina O.V., Grigor’eva A.E., Tamkovich S.N., Kondakova I.V. Exosomal Protease Cargo as Prognostic Biomarker in Colorectal Cancer. Asian Pac J Cancer Prev. 2021; 22(3): 861–9. doi: 10.31557/APJCP.2021.22.3.861.
Рецензия
Для цитирования:
Федоров А.А., Простакишина Е.А., Патышева М.Р., Фролова А.А., Ямщиков П.С., Ларионова И.В., Стахеева М.Н., Дорофеева М.С., Брагина О.Д., Чойнзонов Е.Л., Кжышковска Ю.Г., Чердынцева Н.В. Изменение функционального профиля моноцитов крови при раке молочной железы. Сибирский онкологический журнал. 2022;21(6):68-80. https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-6-68-80
For citation:
Fedorov A.A., Prostakishina E.A., Patysheva M.R., Frolova A.A., Iamshchikov P.S., Larionova I.V., Stakheyeva M.N., Dorofeeva M.S., Bragina O.D., Choynzonov E.L., Kzhyshkowska J.G., Cherdyntseva N.V. Changes in blood monocyte functional profile in breast cancer. Siberian journal of oncology. 2022;21(6):68-80. https://doi.org/10.21294/1814-4861-2022-21-6-68-80